+ _2 I8 O, Z; x( [ ) p% b$ q% O M" Q. Q * O9 L5 t7 j2 h4 }6 ^1 o, d
6 G, S0 e* e! C) J2 `4 t( {; M ! N' m3 p$ ~/ y0 M
【摘要】 【目的】 研究目前临床常用的增强细胞免疫功能的胸腺肽,胸腺5肽和胸腺素α-1在小鼠胚胎干细胞向T淋巴细胞分化过程中的作用。【方法】 借助小鼠胚胎干细胞(ESC)体外自然分化形成的类胚体(EB)中含有三胚层细胞的独特细胞环境,加入多种细胞因子和胸腺多肽,体外诱导小鼠ESC向T淋巴细胞分化。利用流式细胞仪检测在三种不同胸腺多肽的诱导下,不同时间点的小鼠ESC来源的细胞表面CD3分子的表达水平。并在相应时间点通过RT-PCR检测与T淋巴细胞发育密切相关的Notch信号分子的转录水平。【结果】 在加入胸腺肽和胸腺素α1诱导的实验组,均有细胞表达CD3分子,CD3 细胞的百分比随诱导时间的增加而增多;而加入胸腺五肽的实验组无CD3 细胞出现。 加入胸腺素α1和胸腺肽的实验组,有Notch1及其配体delta-like-1和delta-like-4的转录;而加入胸腺五肽的实验组的细胞无Notch1及其配体转录。【结论】 胸腺素α1或胸腺肽可能通过影响Notch1信号途径支持ES细胞向T细胞分化,而胸腺五肽无此作用。 % |& p: T7 u0 t! t0 s" D 【关键词】胚胎干细胞; T淋巴细胞; 胸腺5肽; 胸腺素α1; 胸腺肽, ~1 R" u3 `% ~7 T% |0 U+ n
Effects of Thymic Polypeptides on Thymopoiesis of Mouse Embryonic Stem Cells8 Q! L A# h% k" d s/ P
; t% \2 y& t1 m \! D) [' `& p
PENG Yan-wen 1, XU Lin 1, ZHANG Xiu-ming 2, ZHANG Jia-qing 3, LI Shu-nong 2, XIANG Peng 2 3 V- m2 f8 B% A& {) g z6 ^7 n8 A! ~$ K5 V# w% z
( 1. Department of Immunology, Zhongshan School of Medicine, SUN Yet-sen University, Guangzhou 510080, China;$ Q' z O( J8 F
2 O- V5 f* _1 X# q' r2. Center for Stem Cell Biology and Tissue Engineering, SUN Yat-Sen University, Guangzhou 510080, China; : o# E/ M( N; V* L * C, w; C6 \6 q( i" U3. Department ofBiochemistry, Medical School, Jinan University, Guangzhou 510000, China ). K$ [7 K9 b, | k8 q4 Q" G
& {" J8 z% M$ T
Abstract:【Objective】 To compare the effects of three thymic polypeptides including thymopentin-5 (TP5), thymosin-alpha1 (Tα-1) and thymopeptides on the thymopoiesis of mouse embryonic stem (ES) cells in vitro. 【Method】 EBs were obtained from spontaneously differentiated ES cells and were induced into T lymphocytes in vitro by utilizing three different inducing media, which contain TP5, Tα-1, and thymopeptides, respectively. Then the expression of CD3 on these differentiated cells were analyzed by flow cytometry at different time points. At the corresponding time-point, the transcription levels of Notch signal molecules were also detected by RT-PCR. 【Results】 The results showed that inducing systems containing either Tα-1 or thymopeptides promoted the emergence of CD3 cells during the observation period, and the percentage of CD3 cells increased with a longer induction period. However, we never found CD3 cells in the inducing system containing TP5 throughout the inducing period. And Notch 1 receptor and its ligands, involving Delta-like-1 and Delta-like-4, expressed in inducing systems containing either Tα-1 or thymopeptides. However, neither Notch1 nor its ligands were detected in the inducing system containing TP-5 during the observation period.【Conclusion】 Tα-1 and thymopeptides may play a role in promoting T cells differentiation from ES cells by Notch1 signal pathway, while TP-5 may not. ! Q) X& K: V$ T) n; D$ u9 L1 c4 J; a, a3 L
Key words: embryonic stem (ES) cells; T cells; thymopentin-5 (TP5); thymosin α-1 (Tα1); thymopeptides+ b/ e! `3 l8 C8 H- W
5 P* A: Y; _( G4 G
[J SUN Yat-sen Univ(Med Sci), 2007, 28(6):627-630] & ~' j8 o6 l# ]' n8 w 2 u& m* C% u% ^. |) `' t参与特异性免疫应答的T淋巴细胞来源于骨髓多能造血干细胞,经过一系列高度重组和复杂的过程分化成为成熟细胞。这一过程除了需要胸腺基质细胞的辅助外,包括多种胸腺多肽分子和细胞因子在内的胸腺体液微环境也发挥至关重要的作用[1]。胸腺基质细胞和胸腺多肽都通过影响多种信号途发挥作用,近年来的研究结果显示,其中最重要的是Notch信号途径。胚胎干细胞(embryonic stem cells,ESC)又称多能干细胞,是由受孕3~5 d的囊胚内细胞团经体外抑制分化培养所得的一种高度未分化细胞,在适宜的条件下,可诱导分化为多种成体细胞。因此,可以通过ES细胞建立体外分化模型,研究不同基因或细胞因子对不同类型细胞或组织分化的作用[2,3]。本课题借助ES细胞自然分化形成的EB中含有三胚层细胞的独特细胞环境,研究胸腺肽(thymopeptides)、胸腺素α1 (thymosin-α1, Tα-1)和胸腺五肽(thymopentin-5, TP5)三种胸腺多肽对T细胞发育的作用。同时通过提取不同诱导时期的RNA,利用特异性引物及RT-PCR技术,结合细胞的表型特点,分析这三种胸腺多肽是否通过Notch信号途径影响ES细胞向T淋巴细胞分化。 + J1 M4 p. c2 I1 D# ^ [0 M3 m7 {! v1 {2 C2 {% ~5 U3 ?. R
1材料与方法& o7 V1 a9 w) t7 I" e
% U, Q7 K0 c5 U l- s
1.1材料 * f' B) A' b0 H" p& j$ u$ { ; ?2 {0 v& V6 D. e- o) _7 h1.1.1细胞系小鼠胚胎干细胞E14.1:建株自129sv(H-2b)雄性小鼠胚胎, 由中山大学附属第二医院儿科黄绍良教授赠送。6 F( y7 C, H( ^ t. p4 f
5 j) S% M" x) \ _. Y* ~' L; k h1.1.2主要试剂高糖DMEM培养液、胎牛血清、青霉素钠、链霉素为美国GibcoBRL公司产品。白血病抑制因子(LIF):Chemicon 公司小鼠干细胞因子(Stem cell factor, SCF)、小鼠白细胞介素-3(Interleukin-3, IL-3)、小鼠白细胞介素-7(Interleukin-6, IL-7)、小鼠Flt-3配体(Flt-3 ligand, Flt-3L)为美国Perprotech公司产品。注射用胸腺肽为北京赛生药业有限公司产品,日达仙胸腺素?琢1为Sciclone公司产品,胸腺5肽为海南中和药业有限公司产品。大鼠抗小鼠CD3e-Cy5荧光标记抗体,大鼠抗小鼠CD3e-Cy5荧光标记抗体为eBioscience公司。逆转录试剂盒:Fermentas公司。3 U$ U$ c# D i+ O
9 F/ @: I. L+ F7 Z& ?; s1.1.3引物引物由上海生物工程公司合成。Notch1:GGAGCGGTGTGAGGGTGATG,ATCTGCGG TGGGGGAATCTC; Jagged-1: TCTCTGACCCCTGC CATAAC, TTTTACAGGGGTTGCTCTCG; Jagged-2: GCAAAGAAGCCGTGTGTAAA,TAATAGCCGCCA ATCAGGTT; Delta-like-1: CCTCGGGATCACGC CTTTG, AGACCACCACAGCAGCACAG; Delta-like-4: GCACCAACTCCTTCGTCGTC, TCACAAAA CAGACCTCCCCA; β-actin: GATGACGATATCGCT GCGCTG,GTACGACCAGAGGCATAC. $ d) @( R* x/ t+ P, L' V d2 i : E% K n! n# I* m+ D. k1.2培养液的配制9 H# M2 B3 ~+ t" r/ a2 q4 K6 J' k4 I/ w
5 j; [+ a8 I, w0 h( I8 Y
ES培养液:在10%胎牛血清的高糖DMEM完全培养液着中加入LIF,使其终浓度为1 U/L LIF。EB培养液:为含15%胎牛血清的高糖DMEM培养液。6 c2 I0 q/ n# z3 m( Z. J
( K0 o9 w5 Z, O9 N% d8 ]1.3制备合适的类胚体. j( k2 ~! P# E! }4 c- Y# T7 z* Y
. l, r) N5 d- ]3 k( y9 B
取生长状态好的ES细胞,经胰酶消化成单细胞,用EB培养液制成单细胞悬液,转入60 mm Petri dish中培养。 ' V+ G9 m. W8 j$ p- i7 t6 a- c, p6 d! _3 u* d& K! h, P, d, O
1.4诱导细胞分化+ e; ]) z. c1 ~0 T/ Z8 {/ Y7 L
% s( l! V* s- u: ?/ O. V+ A. I% }待EB生长5~7 d后,转入诱导分化液中继续培养,体外诱导EB内细胞向T细胞分化。首先参照常规ES诱导分化为造血细胞的方法设立对照组,将筛选后的EB转入含SCF,IL-3,IL-7和Flt-3L的EB培养液内培养。实验分为3组:第1组在常规加入SCF,IL-3,IL-7和Flt-3L的基础上,添加了胸腺5肽 50 μg;第2组在加入常规细胞因子的基础上添加胸腺素α1 10 μg;第3组在加入常规细胞因子的基础上添加胸腺肽 50 μg。在诱导分化培养的过程中,常规换液,去除死细胞等影响EB生长的不利因素,定期在显微镜下观察EB的状态。 : W; }# y& ?% Y3 U: v E & Z7 [) u% Z1 R4 e' E3 I1.5诱导细胞的表型检测- Y& L* Z. [4 m( \; m( \& L3 u
' _4 M, p. n" F" `0 ]3 `
分别在诱导分化后第8、15、22天收集诱导分化培养液中的EB,用磷酸盐缓冲液(PBS)洗涤后,加入适量胰酶消化成单细胞,经台盼蓝染色后显微镜下计数活细胞,并用4%的多聚甲醛固定细胞。加入大鼠抗小鼠CD32/16单克隆抗体,以封闭非特异性结合位点。再分别加入1 μg大鼠抗小鼠CD3e-Cy5荧光标记抗体,利用流式细胞仪检测EB中表达T细胞表型的细胞。 % \1 f! R' D# a% j: z* _ # h6 H6 _' M) J$ o1.6RNA抽提 9 ^; X3 t6 \, O2 u: i, L9 j / G) Q) X9 l8 X# ]; j1 a( [分别收集诱导分化后第8、15、22天的胚体,常规抽提RNA。将抽提RNA,并用DNA酶处理。37 ℃处理30 min,酶解基因组DNA。样品中加入1 μL 25 mmol/L EDTA,65 ℃处理10 min灭活DNase I。预变性94 ℃ 3 min ,变性94℃ 30 s,退火60 ℃ 1 min,延伸72 ℃ 1 min,30 个循环后,72 ℃再延伸10 min。反应结束后,取10 μL 产物进行1.5%琼脂糖凝胶电泳检测,鉴定PCR 产物。4 Z3 D1 r5 |6 q+ b
& ~% t; S% l O8 ?
2结果 & L$ e0 }& s; R" I5 M ' d2 H: W' Q; L2.1诱导分化三周内细胞表型变化 - |; J1 ]& d# R- q: [) S9 s3 o 2 I$ I3 t& K k' @2 ^2 I" k在诱导分化第8天检测对照组和实验组EBs中的细胞表型,结果显示没有CD3 细胞出现。第15天时,再检测不同诱导体系中EB中细胞表型,结果显示加入胸腺素α1和胸腺肽的EB中的细胞出现T细胞特异性的CD3分子的表达,CD3 细胞分别占总细胞数的6%和6.2%。至诱导分化的第22天,流式细胞仪检测的结果显示,加入胸腺素α1诱导的EB,CD3 的T细胞为12.1%,而加入胸腺肽诱导的EB中,CD3 的T细胞为13.4%。而加入胸腺五肽的实验组和对照组一样,均无CD3 细胞出现(图1)。 4 K f% ?$ F. M3 r0 s8 e3 ~+ N5 b" {% k0 J1 e
2.2不同诱导时间细胞内Notch及配体转录水平 * P1 S( n3 n" j2 e: V4 v& D : v$ c9 u6 q! l8 ]诱导分化的第8天和第15天,加入胸腺素α1和胸腺肽的EB中有Notch1及其配体delta-like-1转录。第22天时,EB中不仅有Notch1及其配体delta-like-1转录,还有delta-like-4转录。而加入胸腺五肽诱导的EB和对照组的细胞则无Notch1及其配体转录(图2)。 * n% d* a0 ?9 N5 R! K 1 g( n' J7 G0 w) ?3讨论8 @: j" d1 ]9 y, t) N5 f3 e
' p7 V5 u( V0 G. T3 |本实验中我们分别检测了细胞因子加上胸腺素α1、胸腺肽或胸腺五肽诱导条件下,不同诱导时间的细胞内Notch1信号的转录水平。结果显示加入胸腺素α1和胸腺肽的诱导环境中,不仅诱导出表达T细胞表型的细胞,而且这些细胞均有Notch1分子及其配体delta-like-1和delta-like-4的表达。而加入胸腺五肽的诱导环境下,既无表达T细胞表型的细胞出现,也未检测到Notch1分子及其配体的转录。这一结果说明细胞因子加上胸腺素α1或胸腺肽的共同作用,在EB中激活了Notch1信号途径,并通过Notch1的作用在体外诱导出具有T细胞表型的细胞。而细胞因子和胸腺五肽的组合不能激活Notch1信号途径,不能在体外诱导ES细胞分化为T细胞表型的细胞。0 i4 N: E0 a. K- C% U5 J+ }+ w( {: Q
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