作者：李晓涛 路来金作者单位：吉林大学第一医院手外科，吉林 长春 130021 . o% K$ h; |* t: Q: E8 S0 r
8 E2 ~" I$ G$ D, w% G- I
- y7 ]/ c$ l, G* N; m
K; d% w8 z" o" j) a
, X' M' O9 E6 |6 Z7 b* K % H Q6 \+ o5 Y% \) f
( n- @. Y% X; b " @! L4 ?, ?8 z, l
# ^( w' P' O5 i+ d2 O
3 M; ^1 Y, ` K+ t' ]1 w! h, N / H$ O& ?" z4 B& C% Y% v6 S
0 @8 |+ h2 E/ Y5 [% I. D
: V- |- {1 g+ [& k6 B/ P- }! t' w
【关键词】神经干细胞 臂丛神经 根性撕脱 Y6 V& l: a# A* z
随着现代交通的日益发展，交通事故导致的臂丛神经根性撕脱伤在临床日渐增多，神经根丝从脊髓离断后，其相应脊髓节段前角的运动神经元胞体会发生一系列形态、生化、代谢及基因表达的改变，严重者可导致神经元死亡，因此臂丛神经根性撕脱伤致残率很高。目前临床主要采用神经移位、带血管的神经干移植、神经和肌肉联合移位及功能重建等综合性手段治疗臂丛神经根性撕脱伤。但是由于可供移位的神经数量有限，质量欠佳，同时要牺牲移位神经的功能，术后手内在肌功能恢复亦欠佳。因此许多研究者更加关注组织工程方面的研究，特别是上世纪80年代末期发现神经干细胞（NSC）〔1〕，为人们治疗神经系统疾病带来了新的希望。本文就臂丛神经根性撕脱伤的损伤特点结合NSC移植在其治疗中的研究进展作一综述。3 K; _& Z' d, y' \' `
* b3 c% X6 m/ p" O- L8 {3 k2 A 1臂丛神经根性撕脱伤后的病理生理改变) L: u& p* J4 a0 O
( k. _0 L; y A x7 B
1.1损伤部位以上神经纤维的反应( S3 `+ M' z0 Y @) S
6 H+ ~% @' V( ]2 I% j7 v
近端神经纤维反应多数局限于损伤平面以上数毫米之内。形态改变与远端轴突Waller变性相同，但方向相反，由损伤处向胞体进行，故称逆向性变性或称间接Waller变性。神经根撕脱后，严重者近端整个神经纤维发生变性，变性程度取决于神经纤维母细胞的逆行损伤反应。若母细胞体变性坏死，损伤平面以上整个神经纤维也出现Waller变性，且并不晚于损伤平面以下神经纤维的Waller变性。若母细胞体在逆行性反应中能存活，可以支持损伤平面数毫米范围内发生变性，且活的轴突断端可有再生、长出新的轴突向损伤平面延伸〔2〕。 z/ F& X$ X. t- Q+ a - J7 N5 }2 {. P9 i- } G: y4 S, m# m 1.2损伤部位的反应 + ?9 z' U8 O. q5 u* ^: V1 h' T9 M8 E) `' L. [7 `' f% S
臂丛神经根性撕脱伤是臂丛神经损伤中最严重的类型，又称节前损伤，指构成臂丛的颈神经根在相应脊髓节段的丝状结构处断裂。因正常的轴突连续性中断，加上血神经屏障的结构和功能破坏，受损轴突近侧末端与远段轴突大量Na＋、Ca2＋内流，大量K＋、蛋白质外流丧失，其中Ca2＋内流破坏了轴突内部内环境的稳定，激活蛋白水解酶，细胞骨架随之崩解，轴突破坏，发生快速而严重的创伤性反应，亦称之为“化学性损伤”。在损伤部位，伤后24 h 毛细血管的通透性增加，在7～14 d 达高峰，原因可能是损伤导致肥大细胞激活而释放组胺、5羟色胺等〔3〕。两神经断端肿胀，含有受损的雪旺细胞、成纤维细胞、巨噬细胞、毛细血管内皮细胞等。 ' p" U" [# }" [3 O! K# J9 T, i5 W* e 1 H# d: Z" _6 Q7 h& P- ~4 C 1.3损伤部位以下神经纤维的反应 3 P/ K- U' W6 w# @# W2 T& [" x3 T . V, ~: O9 R$ h. C7 r! Y 神经根撕脱后，远侧的轴突脱离了神经元胞体的代谢中心，因此远端神经纤维由近及远逐步发生变性——Waller变性。变性初期（前8 d）属于物理性破裂，第2周开始出现化学性改变，神经纤维中的磷脂成分被分解为中性脂肪，然后被巨噬细胞和雪旺细胞吞噬而逐渐消耗。伤后24 h，雪旺细胞活性增强，不仅可吞噬变性物质，而且可分裂增殖，高峰出现于第1周末至第2周，以后迅速回落〔4〕。雪旺细胞活性高峰的出现与Waller变性和轴突、髓鞘碎屑清除的最快时间相一致。随着失神经时间延长，失神经支配的远端神经内膜管进行性塌陷，一般发生在损伤后前4个月，神经内膜管直径减少至2～3 μm，少数为4 μm，此后神经内膜管塌陷无进展〔4〕。 ( h1 K: B6 O) n4 e7 Y, h5 l ! E% {8 K1 G2 x) `6 \ 2NSC移植用于治疗神经系统疾病的研究进展) R: p- X: S% `) j' h, _4 C
- C9 A5 U: P+ S7 h3 l
2.1NSC的定义和生物学特性 * y: c5 ^9 H, l& t5 K* E% E 5 |0 M- n4 Y# ~2 F0 ] 1992年Reynolds等〔5〕首次从成年小鼠的纹状体组织中分离出能在体外持续增殖且具有向神经元、星形胶质细胞和少突胶质细胞分化潜能的细胞群,并据此提出了NSC的概念。2000年Gage等〔6〕研究者发现：NSC在胚胎或成年中枢神经系统内分布广泛,并先后从胚胎脑的端脑、小脑、海马、纹状体、大脑皮质、脑室/脑室下区、室管膜/室管膜下区、脊髓和成年脑的脑室下区、纹状体、海马齿状回、脊髓等处成功培养出NSC。Gage将NSC的特性描述为: ①可生成神经组织；②具有自我更新能力；③可通过不对称细胞分裂产生新的细胞。 6 r/ S3 n$ q# i$ J) m ^( x# W. H' v- T# B
2.2NSC的增殖与分化调控机制. f/ \& c S# v" [4 |+ D, a& z
/ S3 ?7 v6 F. \7 g# G8 P NSC的增殖和分化不仅受细胞自身基因的调控，还与细胞所处微环境中各种细胞因子的影响关系密切。Wang等〔7〕发现Nurrl基因激活是NSC定向分化为多巴胺能神经元的机制之一；Bianchi等〔8〕发现新的抑癌基因PTEN基因抑制NSC的增殖。这些研究证实基因调控对NSC在体内的增殖与分化起主要作用。LU等〔9〕发现脊髓损伤后产生的微环境存在着某种调节机制，其能够促进NSC向星形胶质细胞分化，而抑制其向神经元细胞分化。这一现象提示了微环境调控作用的重要性，说明微环境外来信号对NSC的增殖和分化起选择作用或产生指导性作用。陈雷等〔10〕在对脊髓来源的 NSC进行分离、培养时发现，较高浓度的表皮生长因子(EGF)与碱性成纤维细胞生长因子(bFGF)(20 ng/ml)联合应用，对NSC的增殖具有较好的效果。 * W' T. g1 k/ M( y! f% [* r: R # L. |0 ?2 D& y2 `+ h. O 2.3NSC移植治疗脊髓损伤（SCI）的研究现状Nakamura等〔11〕用TP标记移植到猕猴SCI的人NSC，发现NSC可以存活、迁移、分化。神经微丝的生长、前肢肌力以及自发性运动活动均优于假手术组。王岩峰等〔12〕在探讨NSC移植促进SCI 修复的机制时，应用RTPCR法观察NSC 移植后，大鼠脊髓损伤区胶质细胞脑源性神经营养因子(BDNF)和GAP43基因表达的变化。BDNF 通过神经肽的表达来维持细胞内Ca2 的稳定并通过抗自由基损伤、提高细胞内抗氧化酶的活性来刺激细胞的修复。发现NSC 组能明显上调BDNF mRNA，并促进GAP43 mRNA 的表达，能改变脊髓损伤区的微环境。Lu等〔13〕认为NSC 在神经系统损伤后有替代缺失组织的潜能，实验发现NSC在体外能持续分泌几种特殊的神经营养因子，促进轴突的生长，经RTPCR 检测移植的干细胞能在活体内表达神经营养因子，经基因修饰的NSC能表达促进宿主轴突生长的NT3。证明NSC能分泌生长因子促进宿主神经的生长，基因传递加速这种作用。Castellanos 等〔14〕认为轴突虽然在合适的酶作用下有能力再生，但如果缺乏合适纤维生长靶位就会限制脊髓环路的修复。因此，为解决这一问题，首先将TRKC 基因和NT3 因子修饰的神经前体细胞移植到完整的大鼠脊髓内，观察其存活与分化，发现两种处理因素联用能促进NSC的存活，减少向星形胶质细胞的分化，并能填补脊髓空洞、促进B微管蛋白纤维在移植细胞周围的增生。2 l" E# N% y& l: s' e
9 O+ ~3 M' }4 r9 c3 C
2.4NSC移植在臂丛神经根性撕脱伤治疗中的实验研究由于NSC具有多向分化潜能，可作为神经组织自我修复的细胞学基础，通过细胞移植，NSC可以在局部微环境的作用下增殖、迁移并最终分化成有功能的神经元。张文明等〔15〕在臂丛神经根性撕脱伤的大鼠模型的脊髓前角移植NSC，并观察NSC的存活、迁移及分化情况，结果发现：臂丛根性撕脱伤脊髓前角NSC移植后能存活并分化为神经元及星型胶质细胞，脊髓源性NSC移植能明显减少前角运动神经元的继发性死亡，对脊髓前角受损运动神经元有保护作用。涂致远等〔16〕亦在大鼠脊髓内移植NSC治疗臂丛神经根性撕脱伤后，观察前角运动神经元生存和对脊髓修复的影响，发现：臂丛神经根性撕脱伤后脊髓前角内可以提供NSC分化成星型胶质细胞和神经元的适宜微环境，而随时间不同表现出不同的分化趋向；移植NSC大鼠前角运动神经元存活率增高，说明NSC移植除能分化为神经元而发挥神经元替代作用外，对神经根撕脱引起脊髓运动神经元死亡也具有保护作用，能明显减少神经根撕脱后运动神经元的继发性变性死亡。张军等〔17〕在臂丛神经根性撕脱伤大鼠模型中先将撕脱神经根再植入相应脊髓节段，然后把骨髓基质干细胞和脊髓来源的NSC分别移植予以修复臂丛神经损伤并进行对比，结果发现：脊髓来源的NSC和骨髓基质干细胞移植对臂丛神经根性撕脱伤神经根再植具有促进作用；移植的脊髓NSC存活密度大，分化的神经细胞突触粗大，与周围组织结合良好；移植的骨髓基质干细胞只有少数细胞分化为胞体较大的运动神经细胞。可见，脊髓NSC在脊髓损伤后分化明显好于骨髓基质干细胞。 ) j4 p, x6 `5 Q. D& B$ r a* V4 z+ N% h$ w- u/ S" J, F " V- p1 Y6 f* E$ F / O; ]$ v- }4 |, W; T% Q NSC因其特有的生物学特征及潜在的生物学应用价值，使得细胞移植治疗神经系统损伤成为近年来神经科学领域的热点课题。二十多年来所取得的研究成果，使研究者倍受鼓舞。但NSC移植仍有许多问题需要解决：①NSC增殖、分化的确切机制是什么，如何提高NSC在体内的成活率和向神经细胞定向分化的能力。②NSC在体内分化成的神经元能否与周围组织良好整合并参与神经反射弧的重建，以达到对受损神经达到解剖学和生理学上的修复。③NSC移植的安全性问题，NSC的低分化特点能否发生细胞突变而引起肿瘤。④伦理道德问题。此外，目前的大多数实验研究是在体外和动物模型中进行的，而低等动物的修复能力远高于人类，所以NSC移植在临床的广泛应用仍需深入研究。 ; j+ N8 t3 a% B G 【参考文献】 ' p1 U3 N" j. T0 B; O. ^6 f. d# |, B 1 Evans ML, Kaufman MH. Establishment in culture of pluripotential cells from mouse embryos〔J〕.Nature,1981；292（5918）;1546. 1 t: O2 R+ j0 t" `7 c9 O1 a, t9 |/ O. r* K. A4 _3 I
! k; d1 A* N. g& U1 y " Q! t* K! A. C9 Y# O/ B# H 2 Albin RL, Mink JW. Recent advances in Tourette syndrome research〔J〕. Trends Neurosci，2006;29:17582.. s7 \7 b% I# v0 E/ c7 G+ z
+ e+ v# |& x" V. B
6 f, h. b+ g3 p. r# c0 C+ I " o" t1 O, v; X+ W' n. R3 H 3 Pallini R, Vitiani LR, Bez A, et al. Homologous transplantation of neural stem cells to the injured spinal cord of mice〔J〕.Neurosurgery，2005;57:101425. + K% G3 M2 `, e" w % H( Y3 R$ r, H. M X$ W' ^$ v0 X+ G& [5 Y0 t3 t% ^
/ Y# w9 V# j& r- p8 y1 ^; f
4 Solomons M, Cvitanich M. A onestage shoulder arthrodesis and brooks seddon pectoralis major to biceps tendon transfer for upper brachial plexus injuries〔J〕.J Bri Soc Surgery Hand, 2007;32:1823.# {" ]7 y/ D. c- N
: G. b0 X2 S7 E0 |
# S/ }0 d! l' ]7 ?' }
( }! k3 ^& W2 p& N/ B- J- d 5 Reynolds BA,Weiss S. Generation of neurons and astrocytes from isolate cells of the adult mammalian central nervous system〔J〕.Science,1992；255(5052):170710.; u: a9 m' g2 l9 L3 O
% L3 E) S" X! t; B 8 I- `3 [% v0 f* N& a, ~ * }: i" w. D w+ y- j! i 6 Gage FH. Mammalian neural stem cell〔J〕. Science, 2000；287(5457)：14338.4 g7 O8 L1 q& Q. R% I* o
5 k0 a2 q% _: ~0 Z: o) u
+ A* _( f2 m8 e( N' }
& L) x" m+ C# Y$ d0 d. \- x
7 Wang F, Zhu Y. The interaction of Nogo66 receptor with Nogop4 inhibits the neuronal differentiation of neural stem cells〔J〕. Neuroscience, 2008；151(1) :7481. " `0 s! J8 c# q' a8 Y2 I - h9 D* a! d0 k7 C7 I - n' D9 G m5 O4 R( U) u " o$ p' E. I2 H4 i 8 Bianchi MG, Gazzola GC, Tognazzi L, et al. C6 glioma cells differentiated by retinoic acid overexpress the glutamate transporter excitatory amino acid carrier 1 (EAAC1)〔J〕. Cell Biol Int, 2007；19(3):104252. % [' g- A! M, C: L! J5 t; r6 t$ F* X5 H
8 Q |+ X3 x) P- p5 B $ `2 b$ p/ J/ U* ]& _& ^ 9 LU LaiJin, CHEN Lei, MENG XiaoTing, et al. Biological effect of velvet antler polypeptides on neural stem cells from embryonic rat brain〔J〕. Chin Med J, 2005 ；118 ( 1) : 3842.2 U: }0 e3 q# o% e+ x; L, }' Y0 [
2 t7 r& U% I) M9 P