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作者：付尧 ，孔宏亮作者单位：沈阳医学院沈洲医院循环内科，辽宁沈阳110002;中国医科大学附属第一医院循环内科
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4 p3 ]+ _8 _4 P8 a! S* F 【摘要】 目的: 探讨碘普罗胺（IP）和碘比醇（IB）对大鼠骨髓间充质干细胞（MSCs）的影响。 方法: 将大鼠骨髓MSCs按2×10 3 /孔接种于96孔板培养48h后，改为IP或IB培养液（碘浓度分别为0、10、50、100、200、500、1000、2000μmol/L）各200μl继续培养，之后于不同时间点测定OD值;另外细胞按8×10 3 /孔接种于24孔板，加IP或IB培养液各400μl孵育3d后，计算细胞活力。 结果: 不同碘浓度IP培养液培养1d、2d、3d和4d不同时间点，各组OD值相比无统计学差异（P>0.05），培养3d时，细胞活力在96.9%～98.2%之间;不同碘浓度IB培养液培养的不同时间点，各组OD值无统计学差异（P>0.05），培养3d时，细胞活力在96.5%～98.1%之间。 结论: IP和IB均不影响大鼠骨髓MSCs增殖，亦不增加细胞死亡。
* E9 \) v- K5 s# _ 【关键词】大鼠;骨髓;间充质干细胞;碘普罗胺;碘比醇) P8 b4 r* S( o& U' M3 H7 e
间充质干细胞（mesenchymal stem cells，MSCs）尤其是骨髓MSCs由于具有自我复制性、非特异的弱免疫原性以及多潜能性而成为当今研究的热点，它可以分化成功能性心肌样细胞、刺激梗死区血管新生、抑制心肌细胞凋亡和防治心肌重构 ［1］ ，因而成为心肌细胞成形治疗（CCM）的基础细胞。但是临床上冠状动脉内输注MSCs前，一般需应用碘普罗胺（IP）或碘比醇（IB）等造影剂，那么骨髓MSCs是否会受到它的影响尚不清楚。本研究旨在探讨IP，IB对大鼠骨髓MSCs的影响。
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1 材料与方法
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1.1 材料 Wistar大鼠（体重150～200g）购自中国医科大学动物实验中心，IP，IB，标准胎牛血清，即用型多克隆CD44抗体和FITC荧光染料，倒置显微镜和荧光显微镜，细胞孵育箱，高速低温离心机和酶联免疫检测仪等。
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& b# v( d5 }6 |1 F. \9 U7 E/ T 1.2 MSCs分离、培养 将Wistar大鼠用10%水合氯醛（0.3～0.4mg/100g）腹腔内注射麻醉后15～20min脱臼处死，无菌条件下取出股骨及胫骨，剪去骨两端，用6ml肝素化PBS冲洗骨髓腔，将冲洗液加于分离液上离心，之后吸取界面层细胞，用10ml PBS将其吹打制成细胞悬液（共2次），将悬液上清接种于培养瓶中，在37℃、5%CO 2 条件下孵育箱中培养，当细胞约80%融和（约10～14d）时用PBS轻洗3次后加入0.125%胰酶消化2～3min，轻轻吹打、离心后，用10ml培养液悬浮沉淀细胞并按1∶3传代培养，获取第三代细胞（P 3 ）。) m7 F: F0 `/ s/ J" y0 ^
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1.3 免疫荧光检测CD44受体 将细胞按110 4 接种于6孔板培养至80%～90%融合时弃去培养液，PBS冲洗后4%多聚甲醛固定20min，0.1%牛血清白蛋白封闭液封闭30min后PBS洗涤，加入CD44多克隆抗体，室温孵育2h后PBS冲洗，加入荧光FITC标记试剂，室温避光孵育20～30min，PBS冲洗，加入荧光保护剂，倒置荧光相差显微镜下采集图像。PBS冲洗均为三次，每次约2min。
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1.4 MSCs向骨诱导分化 将第三代MSCs进行成骨细胞诱导分化 ［2］ 。按110 4 接种细胞于6孔培养板培养48h，3孔加入H-DMEM成骨细胞诱导分化培养液，另3孔加入正常培养液作为对照，每72h换液一次，14d时采用改良Gomori钴钙法碱性磷酸酶染色，显微镜下观察和拍照。
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1 G& D7 R& _3 g0 a( p 1.5 细胞接种及IP和IB干预 将培养板长轴作为行，短轴作为列，空余一孔（第一行第一列），细胞按210 3 /孔接种于96孔板（共8板）37℃、5%CO 2 条件下培养48h。完全弃去培养液后4板添加含IP培养液（每行碘浓度分别为0、10、50、100、200、500、1000、2000μmol/L）各200μl，另4板添加含IB培养液（碘浓度同IP）各200μl，置于培养箱（37℃、5%CO 2 ）中孵育，每隔2d全量换液。另按810 3 /孔接种于24孔板1板，加IP或IB培养液400μl孵育3d。& w( X( z# n3 j \, u* F$ V7 O
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: W; |7 j. f) F) x# n 1.6 OD值和凋亡细胞百分比 在IP或IB培养液前1d和2d及孵育1d，2d，3d和4d后，（即细胞培养第3d，4d，5d和6d），按说明用MTT法检测细胞增殖状况，酶联免疫检测仪490nm波长下检测各孔光吸收值（OD值），在计数前3min分别在24孔板的每孔中滴加0.4%PBS台盼蓝溶液100μl，按序随机选取5个不重叠高倍视野（400），在倒置显微镜下分别计数活细胞（未着色）和死细胞（着色）数，按活细胞率（%）=活细胞总数/（活细胞总数 死细胞总数）100%，求得细胞活力。0 u# e k9 @4 q- M/ o ~: U
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1.7 统计学分析 数据以均数±标准差（x±s）表示，采用SPSS12.0软件包进行统计学处理，组间、组内比较均进行非配对样本t检验，检验水准α=0.05，P
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6 c7 z4 R: F" q, ^0 l( i$ [5 c 2.1 骨髓MSCs的生成 骨髓单个核细胞P 2 代培养5d时可95%铺满瓶底，呈典型均一的纤维样细胞形态并且CD44染色阳性。加入骨诱导分化液孵育14d后，细胞ALP呈阳性，证实其为骨髓MSCs。2.2 IP和IB培养液对MSCs增殖的影响 具体结果见表1，2。5 ]' k! ~, w' e( |8 ~: H* t7 o J
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表1 IP培养液对MSCs增殖的影响（略）0 u0 ^3 u/ m! W" V, _
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; P3 i% s A* z& e# Y 注:各组间组内比较，P>0.05
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表2 IB培养液对MSCs增殖的影响（略）
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注:各组间、组内比较，P>0.05
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6 {5 Q% E2 G- E! a( G% ]5 F 2.3 细胞活力的比较 上述碘浓度IP培养液培养3d时，活细胞率分别为97.5%，98.2%，97.7%，97.8%，96.9%，97.3%和97.8%，IB培养液活细胞率分别为97.4%，98.0%，98.1%，97.5%，97.9%，96.5%和97.5%，与对照组（98.1%）相比，细胞活力无统计学意义（P>0.05）。$ k" U% F9 C3 H- r- D$ P# E* u
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1976年Friedenstein发现MSCs易于贴附于塑料培养皿上而首创贴壁筛选，该法联合密度梯度离心法可有效清除造血细胞等，成为当前最为有效的分离方法，不过，迄今尚无直接方法鉴定MSCs，其鉴定均通过培养过程中出现分化表型 ［3］ 等特性逆推得知是否为MSCs。而本研究采用CD44 标记来检测是否分化为成骨细胞，在国内尚未见报道。
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* g3 J: I6 E! M9 |2 B4 t) R% p: R; F IP和IB是目前国内常用的造影剂，二者均为非离子型、低渗透压并溶于水的含碘造影剂。IP血管内给药后，不论剂量大小，5min后，约28%±6%出现于血浆中，并可迅速分布至细胞外间隙，因其代谢较快（t 1/2 =2h），注射后24h内，清除约92%，72h一般可完全清除 ［4］ 。而IB药代动力学近似于IP。应用广泛。
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; l( a5 v+ F- {- E5 K- b+ T 本研究发现IP和IB在各个时间点对骨髓MSCs的增殖不具有统计学差异，并且各种浓度培养3d时活细胞率亦不具有统计学差异，即不增加细胞死亡。提示IP或IB不影响大鼠骨髓MSCs的增殖。而是否影响骨髓MSCs多潜能性尚需进一步研究。
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【参考文献】
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［4］周玉杰，霍勇，卢才义，等.心脏病介入治疗疑难问题———造影剂［M］.北京:中国协和医科大学出版社，2005.43-54. |
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