|
  
- 积分
- 8
- 威望
- 8
- 包包
- 898
|
作者：胡运华 孙 辙 王艳兰 田仁红 赵 予 黄 锦 董 凌
3 q& w% E/ v2 ^9 K+ p1 G
T$ w) b( B# s2 l* D+ E+ v; u
+ {) E3 o$ @, Y5 { ' k: G7 b9 J2 D# R0 D; v
K5 Q4 X0 T& V* B * N# b- M) U+ B5 X9 k
% G, S7 M/ Q5 A) d: Q. f
1 z- G& S1 [# i2 ^( k) r5 ^& }3 h
: L/ o9 k; f t6 g& m( y
" b" L) c. U$ ~: T7 v, y6 l# L" p
& U5 H4 b" E* V. x: w; ?( x
3 E0 {4 f+ s- P* y
5 h; c y0 K$ s2 p! u 4 O8 d5 \1 c+ `: g( A. M: a
2 X3 E7 z, x* y: x6 j2 ]1 @! b : V9 y+ B! K4 [. o6 x; Z
【关键词】造血干细胞" b5 j/ t) R! r0 V) s q
20世纪60年代末发现人外周血中存在有造血干细胞（PBSC），到20世纪80年代对恶性肿瘤患者进行化疗结合自身外周血造血干细胞移植（PBSCT）获得成功以来，PBSCT在临床应用日益广泛，其成功的关键在于采集足够量的干/祖细胞并有效地进行保存，回输后方能获得成功的造血功能重建。我站于2003年开始进行外周血干细胞采集、冻存工作，共进行了3例5人次的采集及冰冻保存，回输3例，均获得成功。现报告如下。
; k5 {- X5 B+ u8 A1 资料与方法
( S( d- |4 d& ]1.1 一般资料 3例患者均为女性，年龄18～46岁，均为我市中心医院住院患者，经临床血液学检查、骨髓检查、病理学及其他相关检查确诊。其中多发性骨髓瘤（MM）1例，淋巴瘤2例。
0 d6 V" {) P/ k! y% G) \0 O1.2 PBSC动员 采用大剂量化疗加动员剂进行动员，动员剂rhG-CSF150～300μg/d皮下注射。
' ]# }) i) b' F: U& m1.3 PBSC采集
5 H9 Q+ X( e, H+ y* Z# R5 R* ~1.3.1 时机选择 化疗结束后5～8天，白细胞升至（5.07～18.00）×10 9 /L、血小板升至（50～100）×10 9 /L时立即采集。. T" H1 y! b4 G6 ?
1.3.2 采集方法 仪器采用美国Baxter公司生产的CS-3000plus血细胞分离机，用粒细胞分离夹（GRANULO）和干细胞收集夹（SVCC），选择特殊程序1为模板，更改干细胞运行程序（Run）相关数据并储存，根据患者HCT值及MNC计数调整L-68、L-71地址参数，静脉穿刺成功后进行采集，全血流速55ml/min，于第一个溢出完成后确定界面探测基数，总循环量为10000ml，终产品量55ml。; v" G% Z: U4 O0 d, `
1.4 终产品检测 于采集结束后，留样送检，检测CD34 细胞数，有核细胞计数单个核细胞（MNC）纯度。 W& D8 w: i, T3 f" t1 _! f
1.5 冰冻保存 冻存方法选用非程控-80℃冷冻保存法 ［1］ ，保护液选用上海三生生物技术有限公司生产的造血干细胞冷冻保护液。在冰水浴中将低温保护剂压入外周血干细胞采集袋中，同时摇动采集袋，使低温保护剂、干细胞充分混匀。低温保护液加入量为重量比4∶1，即4份低温保护剂加入到1份外周血采集袋中。将混匀后的低温保护剂和干细胞混合液装入到100ml医用低温塑料袋中，每袋装入量不超过70g，封口后立即放入-80℃冰箱。尽量缩短操作时间，减少干细胞的损失。留样冻存，以备还输时检查。1.6 复苏回输 冻存的PBSC悬液迅速放入40℃恒温水浴中，1～2min内融化，迅速回输。+ b- K5 A( i# u- U. W
2 结果4 I% R4 d% U9 l" q0 d! A
2.1 采集次数 进行1次采集的2例，3次采集的1例。2.2 采集产品 有核细胞计数（2～9）×10 9 /袋，MNC纯度>98%，CD34 细胞1.2%～5.2%，台盼蓝活细胞拒染率88%～98%。
& Z B6 x) H/ A4 g ^! f2.3 血细胞恢复情况 3例患者均在白细胞降至（0.2～0.8）×10 9 /L，血小板降至（5～8）×10 9 /L开始还输。输入的CD34 细胞数为（1～4）×10 6 /kg。造血功能恢复时间、粒细胞>0.5×10 9 /L，10～26天，中位时间13天;血小板>20×10 9 /L，12～45天，中位时间22天。
& o" T' |7 c+ T. t3 讨论
# O( `4 {' d3 B# ?! |% \4 D2 _在PBSC动员后，选择最佳采集时间及正确掌握采集方法，应用可靠的生物低温冷冻保存技术至关重要。应用CS-3000plus血细胞分离机采集PBSC，除建立良好的血管通路外，每次采集前均需进行准确的HCT及MNC检测，修改相关参数，在确保数据无误后，按正常操作均可获得良好的采集效果，其终产品体积小，冻存方便，回输时也可减少DMSO（二甲基亚砜）进入患者体内的量，减轻不良反应 ［2］ 。目前进行外周血干细胞采集的血细胞分离机型号各异，但其采集的造血干细胞均为富含造血干/祖细胞的MNC。我们应用CS-3000Plus血细胞分离机进行采集，终产品中MNC纯度>98%，较为满意。采集次数的多少由动员效果、采前白细胞数、MNC及移植所需的CD34 细胞剂量等多因素决定，本组有1例患者，动员后第5天，白细胞数由0.8×10 9 /L骤升至24×10 9 /L，单核细胞百分比升至26%，因此采集1次，即已达到移植所需的CD34 细胞数（4.67×10 6 /kg）。近年来，自体外周血造血干细胞移植（PBSCT）越来越多地被用于血液病、恶性肿瘤患者大剂量化疗、放疗后造血功能的重建，是目前治疗各种血液病、肿瘤的最有效的方法 ［3］ 。由于其采集方便，肿瘤细胞污染少，移植后造血功能重建迅速，它已在很多临床医疗单位替代了骨髓移植。准确的采集时机、正确的采集、冰冻保存方法是移植成功的重要环节，目前各级血站均已配备血细胞分离机，配合医院开展造血干细胞移植工作，可减轻医院的经济负担及压力，避免重复添置设备，达到医疗资源共享。0 m/ e4 ?& m1 f, q {& O+ R
参考文献# |; ~% P% |5 f; ?
1 马庆，范华骅.非程控-80℃冷冻保存自体外周血干细胞移植的临床研究.中国输血杂志，2001，14（2）:94.7 }2 @6 S/ \0 i5 |4 c5 T$ ?
2 陈会友，聂咏梅.造血干/祖细胞还输反应及处理.第七届中南地区输血学术交流会论文汇编，52.0 j- g9 m* U( p: Z( ?. Z
3 奚永志，唐佩弦.深入开展脐血干细胞的基础与临床研究.中华血液学杂志，1998，20（8）:397.; G+ w2 p3 M) x2 F
（编辑陆 华）5 L3 R* Y3 R, I( a5 k3 P
作者单位:443000湖北省宜昌市中心血站 |
|
发表于 2009-3-3 12:21
发表于 2025-6-6 12:44
