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各位大神们好,小弟第一次准备做流式,网上找了一些protocol,感觉好混乱,自己整理了一份,如下,请大神们指导有没有什么问题。多谢!8 d6 I# V; p8 k9 Y
1.倒去旧培养液,用PBS冲洗两遍,向培养瓶中加入胰酶消化2min,镜下观察细胞缩小,悬浮时,加入3mlFBS终止消化,转移至15ml离心管后离心1000rpm 10min,弃上清,用PBS重悬,再离心一次。
8 c. b# ~, @& O/ N2. 用PBS重悬细胞,调整细胞浓度为1-5X105/ml,收集约9X106个细胞,分装至9个流式管,分别加入抗大鼠1-CD44PE 、2-CD90FITC、3-CD29FITC、4-CD31FITC单抗各1 μL, 5-PE-IgG2a、6-FITC-IgG2a、7-FITC-IgG、8-FITC-IgG1为阴性对照。9-不加抗体空白对照一组。4 ℃避光孵育30 min。
9 b' G" W5 N3 R( I2 |8 p! N3.孵育后分别加1mlPBS,1000rpm离心5min,弃去上清,再加入1mlPBS,1000rpm离心5min,弃去上清。
9 q+ i( B$ G) V3 V& `4.加入500ulPBS重悬细胞,4℃避光保存,上机检测。. v- [& X' A1 X1 t
我有几个问题:1.调整好细胞浓度后将细胞转移到哪里再加入抗体反应?流式管?EP管?离心管?2.根据上面的步骤,最终流式管中的样本只有500ul?这样的话上机能检测出来吗?3.细胞调整浓度后又离心了,浓度还是会发生变化,那么调整细胞浓度的意义在哪里?请大神们指导,急!多谢! |
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