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作者：彭延文， 徐 霖， 张秀明， 张嘉晴， 李树浓， 项 鹏作者单位：（ 1中山大学中山医学院免疫教研室，广东 广州 510080； 2. 中山大学干细胞与组织工程研究中心，广东 广州 510080； 3. 暨南大学医学院生化教研室， 广东 广州 510630 ）
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8 t& C2 j! p. B4 { 【摘要】 【目的】 研究目前临床常用的增强细胞免疫功能的胸腺肽，胸腺5肽和胸腺素α-1在小鼠胚胎干细胞向T淋巴细胞分化过程中的作用。【方法】 借助小鼠胚胎干细胞(ESC)体外自然分化形成的类胚体（EB）中含有三胚层细胞的独特细胞环境，加入多种细胞因子和胸腺多肽，体外诱导小鼠ESC向T淋巴细胞分化。利用流式细胞仪检测在三种不同胸腺多肽的诱导下，不同时间点的小鼠ESC来源的细胞表面CD3分子的表达水平。并在相应时间点通过RT-PCR检测与T淋巴细胞发育密切相关的Notch信号分子的转录水平。【结果】 在加入胸腺肽和胸腺素α1诱导的实验组，均有细胞表达CD3分子，CD3 细胞的百分比随诱导时间的增加而增多；而加入胸腺五肽的实验组无CD3 细胞出现。 加入胸腺素α1和胸腺肽的实验组，有Notch1及其配体delta-like-1和delta-like-4的转录；而加入胸腺五肽的实验组的细胞无Notch1及其配体转录。【结论】 胸腺素α1或胸腺肽可能通过影响Notch1信号途径支持ES细胞向T细胞分化，而胸腺五肽无此作用。 4 ` O$ L2 t3 r+ B5 I: Y3 k W
【关键词】胚胎干细胞； T淋巴细胞； 胸腺5肽； 胸腺素α1； 胸腺肽
5 \/ H7 ~9 m, m7 w Effects of Thymic Polypeptides on Thymopoiesis of Mouse Embryonic Stem Cells
( _( ?! ~8 X4 [
- h. i B: d: C0 |PENG Yan-wen 1， XU Lin 1, ZHANG Xiu-ming 2， ZHANG Jia-qing 3, LI Shu-nong 2， XIANG Peng 2
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（ 1. Department of Immunology, Zhongshan School of Medicine, SUN Yet-sen University, Guangzhou 510080, China；/ G6 C. ]: Y5 {. ~1 m1 P
! ]' n: F! f2 n$ O, Y1 n7 }* A2. Center for Stem Cell Biology and Tissue Engineering, SUN Yat-Sen University, Guangzhou 510080, China;
1 p7 |! I# B1 D* {5 }0 t7 h, \
: A3 o; ]" W/ ?+ W$ }3. Department ofBiochemistry, Medical School, Jinan University, Guangzhou 510000, China ）; P- H# m9 }3 k `2 m/ @2 S% m( P
( E. L' W( D' f& b& }4 I/ [Abstract：【Objective】 To compare the effects of three thymic polypeptides including thymopentin-5 (TP5), thymosin-alpha1 (Tα-1) and thymopeptides on the thymopoiesis of mouse embryonic stem (ES) cells in vitro. 【Method】 EBs were obtained from spontaneously differentiated ES cells and were induced into T lymphocytes in vitro by utilizing three different inducing media, which contain TP5, Tα-1, and thymopeptides, respectively. Then the expression of CD3 on these differentiated cells were analyzed by flow cytometry at different time points. At the corresponding time-point, the transcription levels of Notch signal molecules were also detected by RT-PCR. 【Results】 The results showed that inducing systems containing either Tα-1 or thymopeptides promoted the emergence of CD3 cells during the observation period, and the percentage of CD3 cells increased with a longer induction period. However, we never found CD3 cells in the inducing system containing TP5 throughout the inducing period. And Notch 1 receptor and its ligands, involving Delta-like-1 and Delta-like-4, expressed in inducing systems containing either Tα-1 or thymopeptides. However, neither Notch1 nor its ligands were detected in the inducing system containing TP-5 during the observation period.【Conclusion】 Tα-1 and thymopeptides may play a role in promoting T cells differentiation from ES cells by Notch1 signal pathway, while TP-5 may not.
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- e' x1 l& I3 Q+ J( RKey words: embryonic stem (ES) cells; T cells; thymopentin-5 (TP5); thymosin α-1 (Tα1); thymopeptides
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[J SUN Yat-sen Univ(Med Sci), 2007, 28（６）:627-630]3 @6 l& L7 Z: w- b3 u( m, S- X( R
6 D/ V7 b/ |: [7 t7 h' g& H# S9 S参与特异性免疫应答的T淋巴细胞来源于骨髓多能造血干细胞，经过一系列高度重组和复杂的过程分化成为成熟细胞。这一过程除了需要胸腺基质细胞的辅助外，包括多种胸腺多肽分子和细胞因子在内的胸腺体液微环境也发挥至关重要的作用[1]。胸腺基质细胞和胸腺多肽都通过影响多种信号途发挥作用，近年来的研究结果显示，其中最重要的是Notch信号途径。胚胎干细胞(embryonic stem cells，ESC)又称多能干细胞，是由受孕3～5 d的囊胚内细胞团经体外抑制分化培养所得的一种高度未分化细胞，在适宜的条件下，可诱导分化为多种成体细胞。因此，可以通过ES细胞建立体外分化模型，研究不同基因或细胞因子对不同类型细胞或组织分化的作用[2，3]。本课题借助ES细胞自然分化形成的EB中含有三胚层细胞的独特细胞环境，研究胸腺肽(thymopeptides)、胸腺素α1 (thymosin-α1, Tα-1)和胸腺五肽(thymopentin-5, TP5)三种胸腺多肽对T细胞发育的作用。同时通过提取不同诱导时期的RNA，利用特异性引物及RT-PCR技术，结合细胞的表型特点，分析这三种胸腺多肽是否通过Notch信号途径影响ES细胞向T淋巴细胞分化。
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( z2 I% W) e# m2 A7 q/ Y1材料与方法! G! P/ H9 G4 J8 e- [- K
1 Y( i& H& F7 j5 |5 {7 G Q1.1材料
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1.1.1细胞系小鼠胚胎干细胞E14.1：建株自129sv(H-2b)雄性小鼠胚胎, 由中山大学附属第二医院儿科黄绍良教授赠送。( ] n6 t2 d7 ]
0 l7 S6 _9 `6 U2 z. d) V! a/ u1.1.2主要试剂高糖DMEM培养液、胎牛血清、青霉素钠、链霉素为美国GibcoBRL公司产品。白血病抑制因子(LIF)：Chemicon 公司小鼠干细胞因子(Stem cell factor, SCF)、小鼠白细胞介素-3(Interleukin-3, IL-3)、小鼠白细胞介素-7(Interleukin-6, IL-7)、小鼠Flt-3配体(Flt-3 ligand, Flt-3L)为美国Perprotech公司产品。注射用胸腺肽为北京赛生药业有限公司产品，日达仙胸腺素?琢1为Sciclone公司产品，胸腺5肽为海南中和药业有限公司产品。大鼠抗小鼠CD3e-Cy5荧光标记抗体，大鼠抗小鼠CD3e-Cy5荧光标记抗体为eBioscience公司。逆转录试剂盒：Fermentas公司。3 y6 S: m/ D3 l D
8 l0 C/ B( r/ x5 Q! X9 o9 ?) V1.1.3引物引物由上海生物工程公司合成。Notch1：GGAGCGGTGTGAGGGTGATG，ATCTGCGG TGGGGGAATCTC； Jagged-1： TCTCTGACCCCTGC CATAAC, TTTTACAGGGGTTGCTCTCG； Jagged-2: GCAAAGAAGCCGTGTGTAAA，TAATAGCCGCCA ATCAGGTT； Delta-like-1: CCTCGGGATCACGC CTTTG, AGACCACCACAGCAGCACAG； Delta-like-4: GCACCAACTCCTTCGTCGTC, TCACAAAA CAGACCTCCCCA； β-actin: GATGACGATATCGCT GCGCTG,GTACGACCAGAGGCATAC.
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1.2培养液的配制3 j# f( x+ w) p
+ [8 l% `9 d0 v( ^( j
ES培养液：在10%胎牛血清的高糖DMEM完全培养液着中加入LIF,使其终浓度为1 U/L LIF。EB培养液：为含15%胎牛血清的高糖DMEM培养液。% P% x& j- {7 |5 f% b5 H
$ O- w+ Z7 w- Y H, \1.3制备合适的类胚体
* f% U! t+ ~0 U. C8 |" K
8 s; |$ ?; U- R$ z- i取生长状态好的ES细胞，经胰酶消化成单细胞，用EB培养液制成单细胞悬液，转入60 mm Petri dish中培养。" s* Z: o& I' s8 ?
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1.4诱导细胞分化
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待EB生长5～7 d后,转入诱导分化液中继续培养，体外诱导EB内细胞向T细胞分化。首先参照常规ES诱导分化为造血细胞的方法设立对照组，将筛选后的EB转入含SCF,IL-3，IL-7和Flt-3L的EB培养液内培养。实验分为3组：第1组在常规加入SCF,IL-3，IL-7和Flt-3L的基础上，添加了胸腺5肽 50 μg；第2组在加入常规细胞因子的基础上添加胸腺素α1 10 μg；第3组在加入常规细胞因子的基础上添加胸腺肽 50 μg。在诱导分化培养的过程中，常规换液，去除死细胞等影响EB生长的不利因素，定期在显微镜下观察EB的状态。
7 T. @4 O0 U. |! M0 T$ m& D3 C ^
1.5诱导细胞的表型检测( w+ H, Y/ ]1 l
: B! o2 W q `' p
分别在诱导分化后第8、15、22天收集诱导分化培养液中的EB，用磷酸盐缓冲液(PBS)洗涤后，加入适量胰酶消化成单细胞，经台盼蓝染色后显微镜下计数活细胞，并用4%的多聚甲醛固定细胞。加入大鼠抗小鼠CD32/16单克隆抗体，以封闭非特异性结合位点。再分别加入1 μg大鼠抗小鼠CD3e-Cy5荧光标记抗体，利用流式细胞仪检测EB中表达T细胞表型的细胞。
5 r4 K" O0 d& Y- }
+ l! w# C7 C* I) |' ^& k1.6RNA抽提7 f2 H. x2 o0 d% X) K
& N8 {" n0 S& V0 w+ ]' c. f
分别收集诱导分化后第8、15、22天的胚体，常规抽提RNA。将抽提RNA，并用DNA酶处理。37 ℃处理30 min，酶解基因组DNA。样品中加入1 μL 25 mmol/L EDTA，65 ℃处理10 min灭活DNase I。预变性94 ℃ 3 min ，变性94℃ 30 s，退火60 ℃ 1 min，延伸72 ℃ 1 min，30 个循环后，72 ℃再延伸10 min。反应结束后，取10 μL 产物进行1.5％琼脂糖凝胶电泳检测，鉴定PCR 产物。
% l/ @) S! f/ e5 b* ^' i: y
. n3 k4 a2 |7 p4 m, h4 R/ H2结果
- J% L8 D# o t2 r$ i- C$ k3 U) V7 \( s
2.1诱导分化三周内细胞表型变化
# S) s0 C' \$ q8 e6 m F) J9 @4 q! p. `1 X. c* c- |' x) r
在诱导分化第8天检测对照组和实验组EBs中的细胞表型，结果显示没有CD3 细胞出现。第15天时，再检测不同诱导体系中EB中细胞表型，结果显示加入胸腺素α1和胸腺肽的EB中的细胞出现T细胞特异性的CD3分子的表达，CD3 细胞分别占总细胞数的6%和6.2%。至诱导分化的第22天，流式细胞仪检测的结果显示，加入胸腺素α1诱导的EB，CD3 的T细胞为12.1%，而加入胸腺肽诱导的EB中，CD3 的T细胞为13.4%。而加入胸腺五肽的实验组和对照组一样，均无CD3 细胞出现(图1)。+ Q K" L" I2 ^4 a6 ^
$ \3 x5 Q' {% n+ n8 I a2.2不同诱导时间细胞内Notch及配体转录水平
9 M* x/ }4 h+ m' y# j6 m) D) |. }0 k8 b& O3 a' \- L+ k
诱导分化的第8天和第15天，加入胸腺素α1和胸腺肽的EB中有Notch1及其配体delta-like-1转录。第22天时，EB中不仅有Notch1及其配体delta-like-1转录，还有delta-like-4转录。而加入胸腺五肽诱导的EB和对照组的细胞则无Notch1及其配体转录（图2）。6 w. K3 a+ T8 }+ |( c6 m6 w
6 y4 O) ?4 s$ n2 e0 H1 D* a3讨论
9 [& h- V! l# U" P7 q5 Z& `: Y/ C& n, T9 Q6 M2 v8 H
胸腺肽、胸腺素α1和胸腺五肽是目前临床广泛应用于免疫功能低下所致疾病的治疗药物[4-7]。胸腺肽是由动物胸腺提取物制成，主要成份是胸腺素α1和一些小分子多肽；胸腺素α1是人工合成的含28个氨基酸的多肽分子；胸腺五肽是人工合成的胸腺生成素Ⅱ的免疫活性中心的一个五肽片段。药理学研究发现这些胸腺肽均可增强外周血淋巴细胞的反应性，产生白细胞介素-2增多,受有丝分裂原刺激后，转化能力增强等，但其作用机制尚未完全明了。由于胸腺多肽主要在胸腺内产生，因而考虑它们也可能在T细胞胸腺发育期发挥作用，通过影响T细胞的发育成熟来调节机体的免疫功能，也有少量的研究表明胸腺肽有这样的作用[8]。但由于以往研究的模型必须依赖胸腺器官培养体系或使用有正常胸腺的动物，因此，还没有直接的证据显示这些胸腺肽是否影响T细胞的胸腺发育过程以及作用的时期。
/ [. e- e7 j, P9 u$ a8 h5 C/ V; C# e \+ U
ES细胞具有无限增殖和多向分化的潜能，在去处抑制其分化的因素如LIF后，能在体外自然分化形成具有三个胚层细胞的EB。在此基础上添加诱导细胞定向分化的细胞因子，可诱导细胞在体外分化为多种成体细胞。本研究利用ES细胞的这种特性，通过添加胸腺多肽体外诱导ES细胞分化为T淋巴细胞，提供了直接研究胸腺多肽对T淋巴细胞发育的作用的模型。胸腺素α1和胸腺肽能在SCF,IL-3和IL-7等细胞因子的辅助下，体外诱导ES细胞分化为表达T细胞特征性表面分子的细胞。而胸腺五肽不能在细胞因子的辅助下，体外诱导ES细胞分化为表达T细胞特征性表面分子的细胞。这一结果提示，胸腺多肽是一组复杂的体液调节因子，Tα-1和胸腺肽对T细胞成熟的作用与TP5促进T细胞成熟的作用是不同的。
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2 N+ b4 e9 }' }在造血干细胞向各种血细胞发育过程中，基质细胞和体液因子都通过细胞内的不同信号途径影响细胞的分化，Notch是影响T细胞分化的一个重要的信号途径。现在已知Notch1通过提供直接信号促进CLP向T细胞分化，同时抑制其向B细胞的分化来调节T细胞发育成熟的起始阶段。HSCs若失去Notch1功能将抑制T细胞的分化，导致胸腺内未成熟B细胞大量聚集。相反，若Notch1功能过强将抑制B细胞发育，导致骨髓中出现大量的T细胞。Notch途径还在维持HSC细胞、调节胸腺细胞表达TCRαβ或TCRγδ以及促进CD4 或CD8 细胞成熟方面发挥作用[9-13]。Notch的不同配体与Notch受体结合后也影响T细胞的发育过程[14]，其中delta-like-1的作用最为明显。Zuniga-Pflucker的实验组就是通过在培养体系中提供delta-like-1配体激活Notch信号，首次在体外不依赖胸腺组织细胞从HSCs诱导出成熟的有功能的T细胞[15]。尽管现在Notch介导T/B细胞分化的细胞和分子基础还有许多疑问存在，如相关前体细胞的特性，Notch配体的在T细胞发育过程中具体的作用，其它的Notch家族成员的功能，下游信号途径和相关的靶基因等。但Notch在造血细胞生成的许多阶段发挥关键性作用，对造血干细胞和相关细胞群的自我更新和分化具有潜在调节作用，影响发育中的淋巴细胞中的许多下游分化物质等作用是毋庸置疑的。
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本实验中我们分别检测了细胞因子加上胸腺素α1、胸腺肽或胸腺五肽诱导条件下，不同诱导时间的细胞内Notch1信号的转录水平。结果显示加入胸腺素α1和胸腺肽的诱导环境中，不仅诱导出表达T细胞表型的细胞，而且这些细胞均有Notch1分子及其配体delta-like-1和delta-like-4的表达。而加入胸腺五肽的诱导环境下，既无表达T细胞表型的细胞出现，也未检测到Notch1分子及其配体的转录。这一结果说明细胞因子加上胸腺素α1或胸腺肽的共同作用，在EB中激活了Notch1信号途径，并通过Notch1的作用在体外诱导出具有T细胞表型的细胞。而细胞因子和胸腺五肽的组合不能激活Notch1信号途径，不能在体外诱导ES细胞分化为T细胞表型的细胞。
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